Unsere Forschung
Eine Zellsuspension wird im Zentrum eines Flüssigkeitsstroms hydrodynamisch fokussiert, so dass eine Zelle nach der anderen durch den Laserstrahl des Durchflusszytometers geleitet wird. Jede einzelne Zelle streut das Laserlicht und Fluoreszenzmarkierungen in oder auf der Zelle werden angeregt. Das Streulicht und die Fluoreszenz werden von Detektoren aufgefangen und durch die Analyse der Lichtstärke an jedem Detektor ist es möglich, unterschiedliche Zelltypen zu identifizieren oder funktionale Eigenschaften der Zellen zu messen. Durchflusszytometrie ermöglicht es gleichzeitig mehrere Parameter in tausenden Zellen pro Sekunde zu messen.
Wissenschaftler am HZI nutzen Durchflusszytometrie um:
- Oberflächenmarker-Moleküle und intrazelluläre Proteine, wie Zytokine oder Phosphoproteine zu immunotypisieren. Wir führen routinemäßig Färbungen mit zehn und mehr Farben durch, um regulatorische T-Zellen, B-Zellen oder NK-Zellen zu identifizieren und charakterisieren oder um die Zytokin-Produktionsprofile von T-Zellen zu analysieren.
- die Expression von fluoreszierenden Proteinen als Reportermoleküle in Zellkulturen oder Mikroorganismen zu analysieren.
- physiologische Vorgänge wie Apoptose, Zellzykus oder Kalciumfreisetzung zu analysieren.
Zellsortierung
Als Erweiterung der analytischen Durchflusszytometrie wird die Zellsortierung genutzt, um spezifische Zelltypen aus einer heterogenen Suspension zu isolieren. Die sortierten Zellen können für Zellkulturen, DNA-Analysen, RNA-Analysen, Mikroskopie oder Proteinextraktionen verwendet werden. Unter anderem werden hochreine Zellpopulationen von naïven oder regulatorischen T-Zellen, NK-Zellen oder andere Zelltypen des Immunsystems gewonnen, um in-vitro Assays oder adaptive Transferexperimente durchzuführen.
Eine häufige Anwendung ist die Sortierung sehr seltener Zellen, um von ihnen anschließend das Genexpressionsprofil zu bestimmen. Eine weitere Anwendung ist die Erzeugung stabiler Expressions-Zelllinien durch wiederholtes Sortieren von transfizierten Zellen.
Geräte
Uns stehen derzeit mehrere Durchflusszytometer mit unterschiedlichen Leistungen zur Verfügung.
DURCHFLUSSZYTOMETER:
- BD LSR-II/Fortessa: 5 Laser (360, 405, 488, 561, 640nm), 18 Fluoreszenzfarben
- BD LSR-II: 3 Laser (405, 488, 633nm), 11 Fluoreszenzfarben
- BD FACSCanto, FACSCalibur and Accuri C6: 2 Laser (488, 633nm), 4-6 Fluoreszenzfarben
ZELLSORTIERGERÄTE:
- BD FACSAria-II: 3 Laser (405, 488, 633nm), 9 Fluoreszenzfarben
- BD FACSAria-II SORP: 4 Laser (405, 488, 561, 640nm), 13 Fluoreszenzfarben
- BC MoFlo XDP: 4 Laser (405, 488, 561, 640nm), 9 Fluoreszenzfarben
Unsere Forschung
Eine Zellsuspension wird im Zentrum eines Flüssigkeitsstroms hydrodynamisch fokussiert, so dass eine Zelle nach der anderen durch den Laserstrahl des Durchflusszytometers geleitet wird. Jede einzelne Zelle streut das Laserlicht und Fluoreszenzmarkierungen in oder auf der Zelle werden angeregt. Das Streulicht und die Fluoreszenz werden von Detektoren aufgefangen und durch die Analyse der Lichtstärke an jedem Detektor ist es möglich, unterschiedliche Zelltypen zu identifizieren oder funktionale Eigenschaften der Zellen zu messen. Durchflusszytometrie ermöglicht es gleichzeitig mehrere Parameter in tausenden Zellen pro Sekunde zu messen.
Wissenschaftler am HZI nutzen Durchflusszytometrie um:
- Oberflächenmarker-Moleküle und intrazelluläre Proteine, wie Zytokine oder Phosphoproteine zu immunotypisieren. Wir führen routinemäßig Färbungen mit zehn und mehr Farben durch, um regulatorische T-Zellen, B-Zellen oder NK-Zellen zu identifizieren und charakterisieren oder um die Zytokin-Produktionsprofile von T-Zellen zu analysieren.
- die Expression von fluoreszierenden Proteinen als Reportermoleküle in Zellkulturen oder Mikroorganismen zu analysieren.
- physiologische Vorgänge wie Apoptose, Zellzykus oder Kalciumfreisetzung zu analysieren.
Zellsortierung
Als Erweiterung der analytischen Durchflusszytometrie wird die Zellsortierung genutzt, um spezifische Zelltypen aus einer heterogenen Suspension zu isolieren. Die sortierten Zellen können für Zellkulturen, DNA-Analysen, RNA-Analysen, Mikroskopie oder Proteinextraktionen verwendet werden. Unter anderem werden hochreine Zellpopulationen von naïven oder regulatorischen T-Zellen, NK-Zellen oder andere Zelltypen des Immunsystems gewonnen, um in-vitro Assays oder adaptive Transferexperimente durchzuführen.
Eine häufige Anwendung ist die Sortierung sehr seltener Zellen, um von ihnen anschließend das Genexpressionsprofil zu bestimmen. Eine weitere Anwendung ist die Erzeugung stabiler Expressions-Zelllinien durch wiederholtes Sortieren von transfizierten Zellen.
Geräte
Uns stehen derzeit mehrere Durchflusszytometer mit unterschiedlichen Leistungen zur Verfügung.
DURCHFLUSSZYTOMETER:
- BD LSR-II/Fortessa: 5 Laser (360, 405, 488, 561, 640nm), 18 Fluoreszenzfarben
- BD LSR-II: 3 Laser (405, 488, 633nm), 11 Fluoreszenzfarben
- BD FACSCanto, FACSCalibur and Accuri C6: 2 Laser (488, 633nm), 4-6 Fluoreszenzfarben
ZELLSORTIERGERÄTE:
- BD FACSAria-II: 3 Laser (405, 488, 633nm), 9 Fluoreszenzfarben
- BD FACSAria-II SORP: 4 Laser (405, 488, 561, 640nm), 13 Fluoreszenzfarben
- BC MoFlo XDP: 4 Laser (405, 488, 561, 640nm), 9 Fluoreszenzfarben
Dr. Lothar Gröbe
Lothar Gröbe studierte Biologie an der Universität Braunschweig und promovierte über die „Interaktion des ActA proteins von Listeria monocytogenes mit dem Zytoskelett der Wirtszelle“ an der GBF, dem Vorläufer des HZI.
Während seiner Postdoc-Zeit an der GBF etablierte er den High-speed Cell Sorter MoFlo. Nach einem Einsatz als Applikationsspezialist für Cytomation kehrte er an die GBF zurück und betreute kontinuierlich die Zellsortier-Systeme des HZI.
Lothar Gröbe gehört der Abteilung Experimentelle Immunologie an und leitet seit 2010 die Zytometrie-Plattform des HZI.
Team
Ausgewählte Publikationen
TCR signalling network organization at the immunological synapses of murine regulatory T cells. van Ham M, Teich R, Philipsen L, Niemz J, Amsberg N, Wissing J, Nimtz M, Gröbe L, Kliche S, Thiel N, Klawonn F, Hubo M, Jonuleit H, Reichardt P, Müller AJ, Huehn J, Jänsch L. Eur J Immunol. 2017 Aug 17. DOI:10.1002/eji.201747041. [Epub ahead of print]
Development of a unique epigenetic signature during in vivo Th17 differentiation. Yang BH, Floess S, Hagemann S, Deyneko IV, Groebe L, Pezoldt J, Sparwasser T, Lochner M, Huehn J. Nucleic Acids Res. 2015 Feb 18;43(3):1537-48. DOI:10.1093/nar/gkv014. Epub 2015 Jan 15.
Proteome analysis of distinct developmental stages of human natural killer (NK) cells. Scheiter M, Lau U, van Ham M, Bulitta B, Gröbe L, Garritsen H, Klawonn F, König S, Jänsch L. Mol Cell Proteomics. 2013 May;12(5):1099-114. DOI:10.1074/mcp.M112.024596. Epub 2013 Jan 13.
Streamlining homogeneous glycoprotein production for biophysical and structural applications by targeted cell line development. Wilke S, Groebe L, Maffenbeier V, Jäger V, Gossen M, Josewski J, Duda A, Polle L, Owens RJ, Wirth D, Heinz DW, van den Heuvel J, Büssow K. PLoS One. 2011;6(12):e27829. DOI:10.1371/journal.pone.0027829. Epub 2011 Dec 9.
Phenotypic alterations in type II alveolar epithelial cells in CD4+ T cell mediated lung inflammation. Gereke M, Gröbe L, Prettin S, Kasper M, Deppenmeier S, Gruber AD, Enelow RI, Buer J, Bruder D. Respir Res. 2007 Jul 4;8:47.
Newsroom
