Unsere Expertise
Die Zentrale Einheit für Mikroskopie, kurz ZEIM, stellt die Geräteausstattung und die Expertise in der Präparation biologischer Proben zur Verfügung. Für diese Aufgaben verfügt ZEIM über mehrere Fluoreszenzmikroskope (FM), Konfokale Mikroskope (CLSM), zwei Transmissions-Elektronenmikroskope (TEM) und ein Feldemissions-Rasterelektronenmikroskop (FESEM) sowie die notwendigen peripheren Präparationsgeräte.
Da mikroskopische Experimente meist verschiedenartig verlaufen und besondere Anforderungen erfüllen müssen, kooperiert das Team von ZEIM eng mit den Wissenschaftlern, um für das vorgesehene Experiment zugeschnittene Präparationsmethoden und Abbildungstechniken zu etablieren. ZEIM kann dabei auf ein großes Portfolio verschiedener Methoden der Licht- und Elektronenmikroskopie zugreifen, basierend auf biologischen Proben und der Materialforschung.
Die große Expertise in der elektronenmikroskopischen Präparation biologischer Proben ist eine besondere Stärke unseres EM-Service. Eine weitere Stärke liegt in der morphologischen Beschreibung von neu isolierten Bakterien und Bakteriophagen. Darüber hinaus bietet ZEIM die Möglichkeit, Infektionen mit pathogenen Bakterien an Zelllinien durchzuführen. Dies beinhaltet die anschließende Probenpräparation, Betrachtung und Erstellung von Bildern sowie die Auswertung für Publikationen.
Im Bereich der FM/CLSM werden die Wissenschaftler bei den Aufnahmen am Fluoreszenzmikroskop oder Konfokalen Mikroskop unterstützt oder erhalten eine entsprechende Einweisung zum eigenständigen Aufnehmen von Bildern. Darüber hinaus werden neben klassischen Fluoreszenzmarkierungen auch Doppelmarkierungen zur Unterscheidung extra- und intrazellulärer Bakterien angeboten.
Transmissionselektronenmikroskopie (TEM)
Transmissionselektronenmikroskop im Labor.Transmissionselektronenmikroskop Zeiss TEM910. © HZI / Rohde
Neben der schnell auszuführenden Negativ-Kontrastierung zur Darstellung von Bakterien, Bakteriophagen und Vesikeln kommen vielfältige Einbettungstechniken zum Einsatz, zum Beispiel Tieftemperatureinbettungen und Hochdruckgefrieren mit anschließender Gefriersubstitution, um Proben nachfolgend im Ultradünnschnitt mittels TEM zu analysieren. Expertise in der Immunzytochemie ist ebenfalls vorhanden, um Pathogenitätsfaktoren, beispielsweise mit Hilfe von Antikörpern und Goldnanopartikeln in eukaryontischen Zellen oder Bakterien am Ultradünnschnitt nachzuweisen.
AUSSTATTUNG:
- Transmissionselektronenmikroskop Zeiss Libra120 Plus
- Transmissionselektronenmikroskop Zeiss TEM910
- Ultramikrotom Reichert Ultracut S, 2x
- Hochdruckgefrierer Leica EM-Pact 1
- Gefriersubstitutionsgeräte EM AFS, Reichert-Jung CS Auto
- Bedampfungsanlage Bal-Tec MED 020
Feldemissions-Rasterrelektronenmikroskopie (FESEM)
Feldemissions-Rasterrelektronenmikroskop im Labor.Feldemissionsraster-Elektronenmikroskop Zeiss Merlin. © HZI / Rohde
Für die hochauflösende Feldemissions-Rasterelektronenmikroskopie (FESEM) verwenden wir spezielle ZEIM-Standardprotokolle, die sich für eine erste erfolgreiche Präparation eignen. So können Infektionsprozesse und Oberflächenstrukturen präzise dargestellt werden. Für besondere Fragestellungen werden neue Präparationsansätze getestet und gegebenenfalls etabliert. Und auch die FESEM kann mit der Immunzytochemie gekoppelt werden.
AUSSTATTUNG:
- Feldemissions-Rasterelektronenmikroskop Zeiss Merlin mit Atlas, STEM Detektor, EsB-Detektor für Materialkontrast, Shuttle&Find für CLEM (korrelative Licht- und Elektronenmikroskopie), Oxford EDX Aztec mit X-Max Detektor
- Kritische Punkttrocknungsapparatur Leica EM CPD300, Bal-Tec CPD 030
- Sputter Coater Bal-Tec SCD 500
Fluoreszenz (FM)- und Konfokale Laser-Scanningmikroskopie (CLSM)
Fluoreszenz- und Konfokale Laser-Scanningmikroskop im Labor.Leica SP5. © HZI / Molinari
Die FM/CLSM bietet die Möglichkeit selektiv angefärbte Kompartimente und Elemente in Zellen sichtbar zu machen. Die Anfärbung kann dabei über Fluoreszenzfarbstoffe, fluoreszierende Proteine oder Fluoreszenz-gelabelte Antikörper erfolgen. Der große Vorteil gegenüber der EM: Neben fixierten Proben können auch Aufnahmen von lebenden Präparaten erfolgen. Bei komplexen, dreidimensionalen Strukturen ist dabei die konfokale Laser-Scanning Mikroskopie das Mittel der Wahl, da sie die Möglichkeit optischer Schnitte erlaubt, die im Nachgang wieder zu einem 3D Volumen zusammengesetzt werden können. Die entsprechende Software ist ebenfalls bei ZEIM verfügbar.
AUSSTATTUNG:
- Zeiss Axio Imager A2
- Zeiss Axio Imager A1
- Zeiss Axio Observer Z1
- Zeiss Imager Z2
- Zeiss Axiovert 100
- Zeiss Axiovert 200M
- Leica SP5 aufrechtes Konfokales Laser-Scanning Mikroskop
- Leica SP5 inverses Konfokales Laser-Scanning Mikroskop
Unsere Expertise
Die Zentrale Einheit für Mikroskopie, kurz ZEIM, stellt die Geräteausstattung und die Expertise in der Präparation biologischer Proben zur Verfügung. Für diese Aufgaben verfügt ZEIM über mehrere Fluoreszenzmikroskope (FM), Konfokale Mikroskope (CLSM), zwei Transmissions-Elektronenmikroskope (TEM) und ein Feldemissions-Rasterelektronenmikroskop (FESEM) sowie die notwendigen peripheren Präparationsgeräte.
Da mikroskopische Experimente meist verschiedenartig verlaufen und besondere Anforderungen erfüllen müssen, kooperiert das Team von ZEIM eng mit den Wissenschaftlern, um für das vorgesehene Experiment zugeschnittene Präparationsmethoden und Abbildungstechniken zu etablieren. ZEIM kann dabei auf ein großes Portfolio verschiedener Methoden der Licht- und Elektronenmikroskopie zugreifen, basierend auf biologischen Proben und der Materialforschung.
Die große Expertise in der elektronenmikroskopischen Präparation biologischer Proben ist eine besondere Stärke unseres EM-Service. Eine weitere Stärke liegt in der morphologischen Beschreibung von neu isolierten Bakterien und Bakteriophagen. Darüber hinaus bietet ZEIM die Möglichkeit, Infektionen mit pathogenen Bakterien an Zelllinien durchzuführen. Dies beinhaltet die anschließende Probenpräparation, Betrachtung und Erstellung von Bildern sowie die Auswertung für Publikationen.
Im Bereich der FM/CLSM werden die Wissenschaftler bei den Aufnahmen am Fluoreszenzmikroskop oder Konfokalen Mikroskop unterstützt oder erhalten eine entsprechende Einweisung zum eigenständigen Aufnehmen von Bildern. Darüber hinaus werden neben klassischen Fluoreszenzmarkierungen auch Doppelmarkierungen zur Unterscheidung extra- und intrazellulärer Bakterien angeboten.
Transmissionselektronenmikroskopie (TEM)
Transmissionselektronenmikroskop im Labor.Transmissionselektronenmikroskop Zeiss TEM910. © HZI / Rohde
Neben der schnell auszuführenden Negativ-Kontrastierung zur Darstellung von Bakterien, Bakteriophagen und Vesikeln kommen vielfältige Einbettungstechniken zum Einsatz, zum Beispiel Tieftemperatureinbettungen und Hochdruckgefrieren mit anschließender Gefriersubstitution, um Proben nachfolgend im Ultradünnschnitt mittels TEM zu analysieren. Expertise in der Immunzytochemie ist ebenfalls vorhanden, um Pathogenitätsfaktoren, beispielsweise mit Hilfe von Antikörpern und Goldnanopartikeln in eukaryontischen Zellen oder Bakterien am Ultradünnschnitt nachzuweisen.
AUSSTATTUNG:
- Transmissionselektronenmikroskop Zeiss Libra120 Plus
- Transmissionselektronenmikroskop Zeiss TEM910
- Ultramikrotom Reichert Ultracut S, 2x
- Hochdruckgefrierer Leica EM-Pact 1
- Gefriersubstitutionsgeräte EM AFS, Reichert-Jung CS Auto
- Bedampfungsanlage Bal-Tec MED 020
Feldemissions-Rasterrelektronenmikroskopie (FESEM)
Feldemissions-Rasterrelektronenmikroskop im Labor.Feldemissionsraster-Elektronenmikroskop Zeiss Merlin. © HZI / Rohde
Für die hochauflösende Feldemissions-Rasterelektronenmikroskopie (FESEM) verwenden wir spezielle ZEIM-Standardprotokolle, die sich für eine erste erfolgreiche Präparation eignen. So können Infektionsprozesse und Oberflächenstrukturen präzise dargestellt werden. Für besondere Fragestellungen werden neue Präparationsansätze getestet und gegebenenfalls etabliert. Und auch die FESEM kann mit der Immunzytochemie gekoppelt werden.
AUSSTATTUNG:
- Feldemissions-Rasterelektronenmikroskop Zeiss Merlin mit Atlas, STEM Detektor, EsB-Detektor für Materialkontrast, Shuttle&Find für CLEM (korrelative Licht- und Elektronenmikroskopie), Oxford EDX Aztec mit X-Max Detektor
- Kritische Punkttrocknungsapparatur Leica EM CPD300, Bal-Tec CPD 030
- Sputter Coater Bal-Tec SCD 500
Fluoreszenz (FM)- und Konfokale Laser-Scanningmikroskopie (CLSM)
Fluoreszenz- und Konfokale Laser-Scanningmikroskop im Labor.Leica SP5. © HZI / Molinari
Die FM/CLSM bietet die Möglichkeit selektiv angefärbte Kompartimente und Elemente in Zellen sichtbar zu machen. Die Anfärbung kann dabei über Fluoreszenzfarbstoffe, fluoreszierende Proteine oder Fluoreszenz-gelabelte Antikörper erfolgen. Der große Vorteil gegenüber der EM: Neben fixierten Proben können auch Aufnahmen von lebenden Präparaten erfolgen. Bei komplexen, dreidimensionalen Strukturen ist dabei die konfokale Laser-Scanning Mikroskopie das Mittel der Wahl, da sie die Möglichkeit optischer Schnitte erlaubt, die im Nachgang wieder zu einem 3D Volumen zusammengesetzt werden können. Die entsprechende Software ist ebenfalls bei ZEIM verfügbar.
AUSSTATTUNG:
- Zeiss Axio Imager A2
- Zeiss Axio Imager A1
- Zeiss Axio Observer Z1
- Zeiss Imager Z2
- Zeiss Axiovert 100
- Zeiss Axiovert 200M
- Leica SP5 aufrechtes Konfokales Laser-Scanning Mikroskop
- Leica SP5 inverses Konfokales Laser-Scanning Mikroskop
Unsere Forschung
Zusätzlich zu den eigentlichen Service-Arbeiten bringen wir uns aktiv in wissenschaftliche Kooperationen ein. Wir versuchen mit den bildgebenden Verfahren und entsprechenden Analysen, besondere Fragestellungen zu adressieren. Dabei spielt die starke mikrobiologische Expertise des ZEIM Teams eine besondere Rolle. In der Vergangenheit standen dabei Projekte rund um Streptokokken und Staphylokokken im Vordergrund, die auch weiterhin mit herausragenden Kooperationspartner bearbeitet werden. Darüber hinaus beschäftigen wir uns aktuell vor allem mit dem Gram-negativen Erreger Pseudomonas aeruginosa. Ein Schwerpunkt ist die Visualisierung der Wirkstoffkinetik von antimikrobiellen Substanzen innerhalb bakterieller Gemeinschaften mit unterschiedlichen Mikroskopie Verfahren.
Ausgewählte Publikationen
Grüneboom A., Hawwari I., Weidner D., Culemann S., Müller S., Henneberg S., Brenzel A., Merz S., Bornemann L., Zec K., Wuelling M., Kling L., Hasenberg M., Voortmann S., Lang S., Baum W., Ohs A., Kraff O., Quick HH., Jäger M., Landgräber S., Dudda M., Danuser R., Stein J.V., Rohde M., Gelse K., Garbe AI., Adamczykk A., Westendorf AM., Hoffmann D., Christiansen S., Engel DR., Vortkamp A., Krönke G., Herrmann M., Kamradt T., Schett G., Hasenberg A., Gunzer M. (2019) A network of trans-cortical capillaries as mainstay for blood cisculation in long bones. Nat Metab.: 1 (2) pp: 236-250. doi: 10.1038/s42255-018-0016-5
Puhm F., Afonyushkin T., Resch U., Obermayer G., Rohde M., Penz T., Schuster M., Wagner G., Rendeiro AF., Melki I., Kaun C., Wojta J., Bock C., Jilma B., Mackman N., Boilard E., Binder CJ. (2019) Mitochondria are a subset of extracellular vesicles released by activated monocytes and include type I IFN and TNF responses in endothelial cells. Circ Res. Jun 21;125(1):43-52. doi: 10.1161/CIRCRESAHA.118.314601
Wiegand S., Jogler M., Boedeker C., Pinto D., Vollmers J., Rivas-Marín E., Kohn T., Peeters SH., Heuer A., Rast P., Oberbeckmann S., Bunk B., Jeske O., Meyerdierks A., van Niftrik L., Storesund JE., Kallscheuer N., Lücker S., Lage OM., Pohl T., Merkel BJ., Hornburger P., Müller R-W., Brümmer F., Labrenz M., Spormann AM., op den Camp H., Overmann J., Amann R., Jetten MSM., Piel J., Mascher T., Medema MH., Devos DP., Kaster A-K., Øvreås L., Rohde M., Galperin MY., Jogler C. Cultivation and functional characterization of 79 Planctomyces uncovers their unique biology. Nat Microbiol. doi: 10.1038/s41564-019-0588-1
Müsken M., Pawar V., Schwebs T., Bähre H., Felgner S., Weiss S., Häussler S. (2018) Breaking the vicious cycle of antibiotic killing and regrowth of biofilm residing Pseudomonas aeruginosa. Antimicrob Agents and Chemother. 62(12):e01635-18. doi: 10.1128/AAC.01635-18
Boedeker C.; Schüler M.; Reintjes G.; Jeske O.; van Teeseling MC.; Jogler M.; Rast P.; Borchert D.; Devos DP.; Kucklick M.; Schaffer M.; Kolter R.; van Niftrik L.; Engelmann S.; Amann R.; Rohde M.; Engelhardt H.; Jogler C. (2017) Determining the bacterial cell biology of Planctomycetes. Nat Commun.: 8:14853. doi: 10.1038/ncomms14853